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分子互作資料

Fret熒光共振能量轉(zhuǎn)移

Fret 熒光共振能量轉(zhuǎn)移

對于分子生物學來講，生物分析手段的發(fā)展，是闡明機理的必要條件。在研究分子間相互作用的道路上，人們不斷      探索，總結(jié)出很多方法，免疫技術(shù)，晶體衍射，核磁共振等。1948 年，熒光共振能量轉(zhuǎn)移（Fluorescence resonance energy transfer，F(xiàn)RET）理論被首次提出，它可以測定 1.0-6.0nm 距離內(nèi)分子間的相互作用。1967 年，這一理論得到了實驗驗證，將 1.0-6.0nm 的距離稱為光學尺。二十世紀八十年代出，通過科學家的不斷探索，F(xiàn)ret 技術(shù)成功運用到蛋白質(zhì)結(jié)構(gòu)的研究中。自 Fret 熒光共振能量技術(shù)誕生以來，已結(jié)合多種先進的技術(shù)和方法，如電子顯微鏡，X 射線衍射等，推動了分子生物學檢測手段的發(fā)展。

作用原理
熒光共振能量轉(zhuǎn)移技術(shù)，是采用物理方法去檢測分子間的相互作用的方法。   他適用于在細胞正常的生理條件下，驗證已知分子間是否存在相互作用。此方法的檢測原理如下；

將我們要檢測的蛋白（如圖 X 和Y），分別偶聯(lián)上 D 和A 熒光蛋白，D 和A 是一對熒光物質(zhì)，我們稱之為供體（donor）和受體（acceptor）。當用 430nm 的紫光去激發(fā) X 融合蛋白時，它能夠產(chǎn)生 490nm 的藍色熒光；同樣，當我們用 490nm 的藍光去激發(fā) Y 融合蛋白時，它能夠產(chǎn)生 530nm 的黃色熒光。（結(jié)合圖 1） 。

當?shù)鞍?X 和 Y 間沒有相互作用時（兩者的空間距離>10nm），融合蛋白 X 和 Y 分別產(chǎn)生相應(yīng)的熒光而被檢測到，如果蛋白 X 和 Y 間存在相互作用（兩者的空間距離需<10nm，結(jié)合圖 2），用紫光激發(fā)融合蛋白 X 其產(chǎn)生的藍光會被融合蛋白Y 吸收，從而產(chǎn)生黃色熒光，這時，在細胞內(nèi)將檢測不到藍色熒光的存在。這時因為能量從 X 融合蛋白轉(zhuǎn)移到了 Y 融合蛋白，這就是熒光共振能量轉(zhuǎn)移技術(shù)。

技術(shù)難點
一個理想的 Fret 相互作用體系，要求要有一對合適的熒光物質(zhì)， 即供體的發(fā)射光譜與受體的吸收光譜有明顯的重疊。且當供體的激發(fā)波長時對受體無影響，供體和受體的發(fā)射光譜要完全分開，否則容易造成光譜干涉，而使反應(yīng)      體系不穩(wěn)定。目前，較為常用的供體-受體分子對，主要有綠色熒光蛋白類（GFPs）和染料類。綠色熒光蛋白類有CFP-YFP，BFP-GFP，BFP-YFP 等，染料類的有 Cy3-Cy5，F(xiàn)ITC-Rhodamine 等。且這些熒光物質(zhì)要能夠標記在研究對象上。

應(yīng)用要求
供體熒光基團和受體熒光基團的空間距離要<10nm； 供體的發(fā)射光譜與受體的接收光譜有相當?shù)闹丿B；
供體、受體分子在量子產(chǎn)率、消光系數(shù)、水溶性、抗干擾能力等方面要求較高。

優(yōu)缺點

優(yōu)點

缺點

在活細胞的正常生理條件下進行檢測，觀察大分子在細 胞內(nèi)的構(gòu)象變化與相互作用，并彌補了需破碎細胞檢測 相互作用的缺點；靈敏度高，可實現(xiàn)對單細胞水平的研究，研究單個受體 分子；可與多種儀器和技術(shù)結(jié)合使用，如顯微鏡，色譜技術(shù)，電泳，流失細胞技術(shù)等；

應(yīng)用比較局限，一般需要在待檢測分子上偶聯(lián)熒光物質(zhì)（加上記）；
對實驗要求較高，如供受體的光譜重疊不好，會導致熒 光干擾，對供受體的抗干擾能力，水溶性等要求高； 需要不斷探索合適的供體和受體，且能夠標記分子； 難以觀察瞬時的分子間作用，檢測要求大量的樣品；

應(yīng)用

  • 細胞內(nèi)分子間的相互作用

  • 膜蛋白的研究

  • 細胞膜受體蛋白間的相互作用

  • 細胞凋亡的研究

  • 核酸檢測

實驗流程簡述

  • 以熒光物質(zhì) CFP（供體）-YFP（受體）為例，檢測 AB 蛋白在細胞內(nèi)的相互作用。

  • 1.細胞培養(yǎng)：根據(jù)實驗培養(yǎng)特定的細胞用于轉(zhuǎn)染，觀察檢測分子在細胞內(nèi)的相互作用；

  • 2.細胞轉(zhuǎn)染：構(gòu)建質(zhì)粒載體 CFP-A 和 YFP-B，將檢測的 AB 蛋白分別偶聯(lián)上熒光蛋白 CFP 和 YFP，并將兩個質(zhì)粒共轉(zhuǎn)染到培養(yǎng)的細胞內(nèi)；

  • 3.檢測 FRET：質(zhì)粒載體 CFP-A 和 YFP-B 轉(zhuǎn)染細胞 10h、12h、18h、24h、36h、48h、72h 后檢測，是否發(fā)生 Fret；

  • 4.FRET 圖像采集： 確定 FRET 配對的激發(fā)波長， 藍光被調(diào)諧分別用于探測最大和最小的供體和受體信號， 最大供體信號和最小受體信號對應(yīng)的波長用于收集雙表達細胞的 FRET 信號。調(diào)整激光變化，以便獲取最大 CFP 信號和最小 YFP 信號的激發(fā)光波長，采集供體和受體圖像，收集 FRET 信號。每個細胞 FRET 檢測重復 3 次，每種轉(zhuǎn)染至少完成 6 個細胞的 FRET 檢測;

  • 5.FRET 數(shù)據(jù)處理： 去除 FRET 信號中 DSBT 和 ASBT 的光譜串色信號； 受體通路的 FRET 信號需要對

  • 供體受體光譜靈敏度的變化進行矯正、對自發(fā)熒光和光學噪聲進行矯正； 利用矯正系數(shù)對雙標定細胞進行象素匹配矯正。